UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA 
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES 
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERÍA AMBIENTAL 
 
PRODUCCION DE PLANCTON EN CONDICIONES SEMICONTROLADAS EN EL 
CENTRO EXPERIMENTAL DEL IIAP-HUANUCO, LEONCIO PRADO, SAI PAI 
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE: 
INGENIERO AMBIENTAL 
PRESENTADO POR:  
RUIZ BALCAZAR KEVIN ALEJANDRO 
Tingo María – Perú 
2022   
 

 UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA 
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES 
ESCUELA PROFESIONAL DE INGENIERIA AMBIENTAL 
 
PRODUCCION DE PLANCTON EN CONDICIONES SEMICONTROLADAS EN EL 
CENTRO EXPERIMENTAL DEL IIAP- HUANUCO  
 
Autor : RUIZ BALCAZAR, Kevin Alejandro.  
Asesor : Dr. CHUQUILIN BUSTAMANTE, Edilberto. 
Coasesor : Ing. COTRINA DORIAN, Marcelo. 
Programa de investigación : Ciencia y Tecnologías Ambientales. 
Línea de investigación : Ecosistemas y servicios ecosistémicos 
Eje temático de investigación : Aprovechamiento de los Recursos Naturales 
Lugar de ejecución : Centro Experimental del IIAP. 
Duración : Fecha de inicio : 25/11/17 
   Terminó : 25/05/18 
Financiamiento  : IIAP. 
 
Tingo María – Perú. 2021 
 
  
 DEDICATORIA 
 
A Dios por la fortaleza, conocimientos y voluntad 
que me brindó para lograr mis objetivos y por 
cuidarme durante todo este tiempo. 
 
A mis queridos padres LUZ ELITA BALCAZAR 
TERRONES y ALEJANDRO RUIZ JANJE por su 
amor, cuidado, confianza y apoyo incondicional 
para lograr mi desarrollo personal y profesional.  
 
A mis hermanos, DANIEL ERICK RUIZ 
BALCAZAR y ANDREE RUIZ BALCAZAR por 
su paciencia, apoyo y fortaleza en cada una de mis 
metas.
  
AGRADECIMIENTOS 
- A Dios por su protección y bendición durante toda mi vida y por guiarme hacia el buen 
camino. 
- A mi UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA, por darme la 
oportunidad de ser profesional, brindarme su acogedor calor en cada una de sus 
instalaciones durante toda mi formación profesional. 
- Al INSTITUTO DE INVESTIGACIONES DE LA AMAZONIA PERUANA – 
HUANUCO, por brindarme todas las facilidades y asesoría durante el desarrollo de la 
investigación.  
- A mi asesora Blga. Mg. Vadillo Gálvez, Giovana y Coasesores Blgo. Valdivieso Arenas, 
Glauco y Cotrina Dorian Marcelo, por toda la experiencia y conocimientos compartidos. 
- A mis hermanos y amigos Ahnel Zelaya Moya, Elvis Medina Dionisio, Cristhian Harry 
Yacha Solis, Jesus Quezada Tapullima, Daniela Charri Reyes y Luz Alenka Nuñez por 
su apoyo, consejos y leal amistad, durante mi formación profesional y desarrollo de mi 
tesis.  
- A mis familiares y compañeros de la universidad por su apoyo en todo momento y su leal 
amistad durante mi formación profesional. 
 
 
 
 ÍNDICE  
                                                                                                                                      Página 
I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................ 1 
1.1. Objetivo general .................................................................................................. 2 
1.2. Objetivos específicos .......................................................................................... 2 
II.  REVISIÓN DE LITERATURA ....................................................................................... 3 
2.1. Marco teórico ...................................................................................................... 3 
2.1.1. Acuicultura y piscicultura ..................................................................... 3 
2.1.2. Acuicultura en la región amazónica ...................................................... 3 
2.1.3. Producción de alevinos ............................................................................... 4 
2.1.4. Alimento vivo ............................................................................................... 5 
2.1.5. Función del plancton en los ecosistemas .................................................. 6 
2.1.6. Nutrientes en el agua y su función en el crecimiento del plancton ....... 6 
2.1.7. Interacción entre comunidades zooplanctónicas. .................................... 7 
2.1.8. Aspectos ambientales de la acuicultura .................................................... 8 
2.1.9. Temperatura y uso de invernaderos ........................................................... 9 
2.2. Marco conceptual .............................................................................................. 10 
2.2.1. Fitoplancton ........................................................................................ 10 
2.2.2. Zooplancton ........................................................................................ 10 
2.2.3. Estándar de Calidad Ambiental para Agua ......................................... 11 
III.  MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................................... 13 
3.1. Lugar de ejecución ............................................................................................ 13 
3.1.1. Ubicación política ............................................................................... 13 
3.1.2. Ubicación política ............................................................................... 13 
3.1.3. Características climáticas .................................................................... 14 
 3.1.4. Características topográficas ................................................................ 14 
3.1.5. Características topográficas ................................................................ 14 
3.2. Equipos y materiales ......................................................................................... 14 
3.2.1. Materiales para muestreo .................................................................... 14 
3.2.2. Equipos y materiales de laboratorio .................................................... 14 
3.2.3. Reactivos ............................................................................................. 15 
3.2.4. Software .............................................................................................. 15 
3.3. Metodología ...................................................................................................... 15 
3.3.1. Determinación de la calidad fisicoquímica y composición plantónica 
de la quebrada Cruz de Motupe ................................................................. 15 
3.3.2. Determinación del comportamiento de las variables meteorológicas y 
fisicoquímicas durante la producción de plancton ..................................... 18 
3.3.3. Determinación de la variación de la densidad de plancton durante la 
producción ........................................................................................................... 18 
3.4. Condiciones Semicontroladas ........................................................................... 19 
3.5. Análisis estadístico............................................................................................ 19 
3.5.1. Diseño experimental ......................................................................................... 19 
3.5.2. Variable dependiente ........................................................................................ 20 
3.5.3. Variable independiente ..................................................................................... 20 
3.6. Tipo y nivel de investigación ............................................................................ 21 
3.6.1. Tipo de investigación ........................................................................................ 21 
3.6.2. Nivel de investigación ...................................................................................... 21 
3.6.3. Diseño de investigación.................................................................................... 21 
IV.  RESULTADOS Y DISCUSION.................................................................................... 22 
4.1. Calidad fisicoquímica y composición planctónica de la quebrada Cruz de 
Motupe .............................................................................................................. 22 
4.1.1. Calidad fisicoquímica de la fuente de agua ................................................... 22 
 4.1.2. Composición plantónica de la fuente de agua ............................................... 23 
4.2. Comportamiento de las variables meteorológicas y fisicoquímicas durante la 
producción de plancton ..................................................................................... 25 
4.2.1. Parámetros meteorológicos .............................................................................. 25 
4.2.2. Parámetros fisicoquímicos del agua ............................................................... 28 
4.3. Variación de la densidad de plancton durante la producción ........................... 33 
V.  CONCLUSIONES ......................................................................................................... 38 
VI.  PROPUESTAS A FUTURO .......................................................................................... 39 
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS ............................................................................ 40 
VIII. ANEXOS ........................................................................................................................ 49 
 
  
 INDICE DE TABLAS 
Tabla                    Página 
1. Características de los principales grupos de zooplancton de sistemas continentales ........... 11 
2. Variables fisicoquímicas de la quebrada Cruz de Motupe ................................................... 16 
3. Variables fisicoquímicas de la quebrada Cruz de Motupe ................................................... 22 
4. Composición plantónica de la quebrada Cruz de Motupe .................................................... 23 
5. Parámetros meteorológicos analizados. ................................................................................ 25 
6. Prueba U de Mann Whitney a las variables meteorológicas a un error α de 0.05. ............... 26 
7. Parámetros fisicoquímicos del agua. .................................................................................... 29 
8. Prueba U de Mann Whitney a las variables físico-químicas del agua a un error α de 0.05. 30 
9. Producción de plancton hasta el quinto día de evaluación. .................................................. 33 
10. Producción de plancton hasta el final de la evaluación. ..................................................... 34 
11. Prueba T-Student realizada a la producción de plancton en cada uno de los phyla 
encontrados. .............................................................................................................................. 35 
12. Pruebas estadísticas de normalidad a variables meteorológicas. ........................................ 51 
13. Pruebas estadísticas de normalidad a variables fisicoquímicas del agua. .......................... 51 
14. Datos de Producción de plancton y consumo de solidos totales disueltos. ........................ 52 
15. Prueba de normalidad de datos. .......................................................................................... 55 
 
  
 ÍNDICE DE FIGURAS 
Figura                                                                                                                                  Página 
1. Esquema general de las interacciones biológicas que implica al zooplancton. ............ 7 
2. Ubicación política del Centro Experimental IIAP – Huánuco, Sai Pai, Leoncio Prado
 ...................................................................................................................................... 13 
3. Representación de la composición de plancton en la quebrada Cruz de Motupe ......... 24 
4. Variación horaria de la temperatura ambiental durante el día. ..................................... 26 
5. Variación horaria de la Humedad relativa durante el día. ............................................ 27 
6. Variación horaria de la luminosidad durante el día. ..................................................... 28 
7. Variación de la temperatura del agua durante la evaluación diaria. ............................. 30 
8. Variación del oxígeno disuelto durante la evaluación diaria. ....................................... 31 
9. Variación del pH del agua durante la evaluación diaria. .............................................. 31 
10. Variación de la conductividad eléctrica del agua durante la evaluación diaria. ........... 32 
11. Variación de la cantidad de sólidos totales disueltos en agua durante la evaluación 
diaria. ............................................................................................................................ 32 
12. Variación en la densidad de rotíferos. .......................................................................... 36 
13. Variación en la densidad de artrópodos. ....................................................................... 36 
14. Dinámica poblacional de phyla Arthropoda. ................................................................ 37 
15. Nubosidad Diaria. ......................................................................................................... 50 
16. Nubosidad horaria ........................................................................................................ 50 
17. Producción de Chlorophytas y consumo de solidos totales disueltos. ......................... 53 
18. Producción de Euglenophytas y consumo de solidos totales disueltos. ....................... 53 
19. Producción de Cyanophytas y consumo de solidos totales disueltos. .......................... 54 
20. Producción de Bacillariophytas y consumo de solidos totales   disueltos. ................... 54 
21. Unidades experimentales del testigo. ........................................................................... 57 
 22. Unidades experimentales del tratamiento. .................................................................... 57 
23. Evaluaciones fisicoquímicas del agua. ......................................................................... 58 
24. Evaluaciones de las variables meteorológicas. ............................................................. 58 
25. Muestras de plancton tomadas durante los 10 días de evaluación. .............................. 59 
26. Preparación de muestra para el conteo de plancton. ..................................................... 59 
27. Llenado de la cámara de Sedwick Rafter para conteo de plancton. ............................. 60 
28. Conteo de fito y zooplancton. ....................................................................................... 60 
29. Utilización del software para toma de fotos de individuos contados. .......................... 61 
30. Phyla Cyanophyta, familia Microcystaceae. ................................................................ 61 
31. Phyla Chlorophyta, genero Actinastrum. ..................................................................... 62 
32. Phyla Chlorophyta, genero Ankistradesmus. ............................................................... 62 
33. Phyla Chlorophyta, genero Golenkinia. ....................................................................... 63 
34. Phyla Chlorophyta, genero Pediastrum. ....................................................................... 63 
35. Phyla Chlorophyta, genero Scenedesmus. .................................................................... 64 
36. Phyla Chlorophyta, genero Desmodesmus. .................................................................. 64 
37. Phyla Chlorophyta, genero Acutodesmus. ................................................................... 65 
38. Phyla Bacillariophyta, genero Aloucoseira. ................................................................. 65 
39. Phyla Euglenophyta, genero Euglena. .......................................................................... 66 
40. Phyla Euglenophyta, genero Phacus. ............................................................................ 66 
41. Phyla Rotifera, Genero Brachionus. ............................................................................. 67 
42. Phyla Rotifera, genero Keratela.................................................................................... 67 
43. Phyla Arthropoda, subclase Copepodo. ........................................................................ 68 
44. Phyla Arthropoda, subclase Cladocera. ........................................................................ 68 
45. Vista de cámara de Sedwick Rafter para conteo de fitoplancton. ................................ 69 
46. Vista de cámara de Sedwick Rafter para conteo de zooplancton. ................................ 69 
  
RESUMEN 
En esta investigación se evaluó la producción de plancton generado bajo condiciones 
semicontroladas (invernadero) en el Centro Experimental del IIAP – Huánuco en el año 2017, 
ubicado en el caserío de Sai Pai, del distrito de Pueblo Nuevo, provincia de Leoncio Prado y 
región Huánuco, cuya clasificación climática es de tipo tropical con una temperatura media 
anual de 23.8ºC y una precipitación anual de 3200 mm. Se utilizaron 10 baldes transparentes 
que fueron llenados con el agua proveniente de la quebrada Cruz de Motupe, previamente 
caracterizada, se colocaron 5 baldes en condiciones semicontroladas (dentro de un invernadero 
de 270 m2), y los 5 restantes fueron colocados en condiciones naturales, se realizaron 
aireaciones mecánicas durante cada evaluación para evitar condiciones anaeróbicas. La 
evaluación duró 10 días, durante los cuales se realizaron mediciones de parámetros 
fisicoquímicos del agua (temperatura, pH, conductividad eléctrica, sólidos totales disueltos, 
CO2, OD), meteorológicas (temperatura del aire, humedad relativa y luminosidad) y biológicas 
(zooplancton y fitoplancton). Se determinó que la variación de la densidad de plancton durante 
la producción bajo condiciones semicontroladas es mayor y más acelerada, existiendo una 
diferencia estadística significativa en la producción de rotíferos y artrópodos; se encontró una 
alta presencia de cyanophytas en el agua proveniente de la quebrada Cruz de Motupe lo que 
está asociado a un cambio en el uso de suelo y vegetación, y a las actividades antropogénicas 
que se llevan a cabo en los alrededores de la quebrada Cruz de Motupe. 
 
Palabra claves: Acuicultura, piscicultura, zooplancton, calefacción solar. 
 
 
 
 
 
 
 
 ABSTRACT 
Plankton production under semi-controlled conditions at the IIAP-Huanuco 
Experimental Center 
In this research, the production of plankton generated under semi-controlled conditions 
(greenhouse) at the Experimental Center of IIAP - Huanuco in 2017, was evaluated, the center 
is located in the village of Sai Pai, in the district of Pueblo Nuevo, province of Leoncio Prado 
and Huanuco region, whose climatic classification is tropical whith an average annual 
temperature of 23.8ºC and a annual rainfall of 3200 mm. 10 transparent buckets were used, 
which were filled with water from the Cruz de Motupe stream, previously characterized. , 5 
buckets were placed under semi-controlled conditions (inside a 270 m2 greenhouse), and the 
remaining 5 were placed under natural conditions, mechanical aeration was performed during 
each evaluation to avoid anaerobic conditions. The evaluation lasted 10 days, during which 
measurements were made of physicochemical parameters of the water (temperature, pH, 
electrical conductivity, total dissolved solids, CO2, DO), meteorological (air temperature, 
relative humidity and luminosity) and biological (Zooplankton and phytoplankton). It was 
determined that the variation in plankton density during production under semi-controlled 
conditions is greater and faster, with a significant statistical difference in the production of 
rotifers and arthropods; A high presence of cyanophytes was found in the water from the Cruz 
de Motupe creek, which is associated with a change in the use of land and vegetation, and the 
anthropogenic activities that take place in the surroundings Cruz de Motupe stream. 
 
Keywords: Aquaculture, fish farming, zooplankton, solar heating. 
 
 
 
1 
 
I.INTRODUCCIÓN 
La piscicultura de peces amazónicos es una actividad cada vez más difundida, siendo 
las especies más utilizadas: Colossoma macropomum (gamitana), Piaractus brachypomus 
(paco) y Prochilodus nigricans (boquichico). El constante incremento de la población y de la 
demanda de proteína de pescado ha ido generando un aumento en la presión que esta actividad 
genera a los recursos hidrobiológicos, ya que el abastecimiento inicial de alevinos para el 
cultivo de estas especies se realizaba del medio natural. 
En el año 1985 el Instituto de Investigaciones de la Amazonia Peruana (IIAP) mediante 
sus investigaciones en Iquitos, logró desarrollar tecnologías para producir alevinos de C. 
macropomum y P. brachypomus, y en 1986 con P. nigricans, logrando reducir la presión que 
esta actividad generaba a los recursos hidrobiológicos. Un aspecto importante a considerar 
durante la producción de alevinos es la alimentación durante las fases de post larvas, estas se 
alimentan de plancton, principalmente zooplancton, razón por la cual en la alimentación de post 
larvas normalmente se utiliza el nauplio de Artemia sp. (artemia), producto que se comercializa 
como quistes y se venden en lata de media libra con un costo de 400 nuevos soles, la mayoría 
importada de Estados Unidos. 
El Instituto de Investigaciones de la Amazonia Peruana, sede Huánuco en Saipai, 
Leoncio Prado, produce alevinos de C. macropomum, P. brachypomus y P. nigricans, en su 
centro experimental, lugar que no cuenta con energía eléctrica a disposición para la incubación 
de quistes de Artemia sp. (artemia); pero su ubicación es estratégica, debido al clima tropical 
de la zona y la presencia de una quebrada que provee de agua durante todo el año de nombre 
Cruz de Motupe, lo que podría ser utilizado para la búsqueda de una metodología alternativa y 
de fácil manejo para la alimentación de post larvas.  
Existen investigaciones dirigidas al uso térmico de la energía solar para el calentamiento 
del agua, que se centran en mejorar la producción de peces; pero en lo que respecta a la 
producción de plancton las investigaciones están centradas principalmente en la utilización de 
fertilizantes y el uso de organismos zooplanctónicos cultivados en laboratorio. 
Por lo antes mencionado, se propone la aplicación de un método de menor costo y de 
fácil adquisición utilizando un invernadero como sistema de calefacción solar para incrementar 
2 
 
la producción de plancton; teniendo como problema de investigación ¿Cuál es la producción de 
plancton en condiciones semicontroladas en el Centro Experimental del IIAP-Huánuco, 
Leoncio Prado, Saipai?, teniendo como hipótesis que la producción de plancton en condiciones 
semicontroladas en el Centro Experimental del IIAP-Huánuco, Leoncio Prado, Saipai es de 
almenos 5 000 000 Ind/L.  
1.1. Objetivo general 
Evaluar la producción de plancton en condiciones semicontroladas en el Centro 
Experimental del IIAP-Huánuco, Leoncio Prado, Sai Pai. 
1.2.  Objetivos específicos 
− Determinar la calidad fisicoquímica y composición plantónica de la Quebrada Cruz de 
Motupe, Sai Pai. 
− Estimar los parámetros meteorológicos y fisicoquímicos durante la producción de 
plancton. 
− Determinar la producción de plancton en condiciones semicontroladas. 
  
3 
 
II. REVISIÓN DE LITERATURA 
2.1. Marco teórico 
2.1.1. Acuicultura y piscicultura 
La piscicultura consiste en el cultivo de peces y la acuicultura en el cultivo de cualquier 
organismo acuático (peces, algas, moluscos, crustáceos, moluscos, etc.), esta crianza tiene la 
finalidad de incrementar la producción, siendo necesaria la intervención humana para 
concentrar, alimentar y proteger poblaciones de peces o de cualquier otro organismo acuático, 
así mismo obteniéndose propiedad sobre la producción (Moyano, 2013). 
Para la piscicultura es necesaria la instalación de pozas, estos cuerpos de agua creados 
de manera artificial brindan beneficios para la flora y fauna que se encuentran en la zona, 
manteniendo la humedad de los suelos vecinos y el ambiente (Dinara, 2010). 
2.1.2. Acuicultura en la región amazónica 
La alta demanda para el consumo ha hecho que se incremente la producción de peces 
amazónicos, para el cultivo de peces y su comercialización no se requiere instalaciones 
costosas, ni mano de obra ni realizar muchos gastos, además una parte de la alimentación es 
natural a través del plancton que se encuentra en el mismo cuerpo de agua. (Lozano et al., 2001). 
En acuicultura amazónica mayormente se cultivan los peces: Arapaima gigas (paiche), 
Colossoma macropomun (gamitana), Piaractus brachypomus (paco), Brycon erythropterum 
(sábalo de cola roja), P. nigricans (boquichico) y la pacotana, un híbrido derivado del paco y la 
gamitana (Mendoza, 2011). En la selva alta (San Martín) y la zona norte del Perú (Lambayeque) 
se cultiva al Macrobrachium rosembergii (camarón de Malasia), una especie introducida y 
utilizada para consumo local en esas zonas (Hurtado, 2003). 
La piscicultura ha tenido un desarrollado veloz en los últimos años gracias a avances 
tecnológicos para la producción de alevinos, hace unas décadas esta práctica solo se realizaba 
a nivel familiar, pero desde que se desarrollaron las hormonas para la reproducción de las 
especies: Colossoma macropomum (gamitana), Piaractus brachypomus (paco) y Prochilodus 
4 
 
nigricans (boquichico) se ha incrementado la producción de peces amazónicos (Guerra et al., 
2000). 
2.1.3. Producción de alevinos 
Según Guerra et al. (2000), los alevinos de las especies C. macropomum, P. 
brachypomus y P. nigricans pueden ser recolectados de cuerpos de agua natural en las fechas 
de desove o también pueden ser producidos en condiciones controladas, este proceso de 
producción de alevinos involucra: 
− Manejo de reproductores. 
− Selección de reproductores. 
− Inducción reproductiva. 
− Ovulación, desove y fertilización. 
− Incubación y eclosión. 
− Larvaje.  
− Alevinaje. 
Al nacer las larvas cuentan con un saco vitelino que les permite obtener nutrientes hasta 
que logren desarrollar su aparto bucal y puedan alimentarse de plancton, esto ocurre en su fase 
de post larva, durante la cual requieren una buena alimentación para convertirse en alevinos 
que crezcan rápido y obtengan buen tamaño. Las post larvas se requieren alimento vivo de un 
tamaño adecuado para sus mandíbulas, siendo los organismos zooplanctónicos como: rotíferos, 
cladóceros y copépodos. Para la alimentación, también se pueden obtener de manera comercial 
nauplios (larvas) de Artemia salina. 
Durante los primeros 2 a 3 días de haber eclosionado de sus huevos, las larvas realizan 
un movimiento vertical, nadan desde la superficie hasta el fondo y viceversa. Luego del quinto 
día de haber eclosionado logran desarrollar todos sus órganos lo que les permite alimentarse. 
Es importante utilizar organismos vivos para la alimentación de las post larvas, ya que el 
movimiento es una característica importante que permite atraer la atención de las post larvas 
para que los consuman (Campos, 2015). 
Producir alimento vivo en buena cantidad y calidad nos permite brindarle a las post 
larvas una fuente adecuada de proteína que permita su desarrollo y una buena producción de 
5 
 
alevinos. En larvicultura normalmente se utiliza zooplancton previamente fertilizado y 
enriquecido, en pocos casos se ha utilizado alimento preparado (Ascón, 1988). Las post larvas 
mayormente se alimentan de rotíferos, cladóceros y copépodos; pero también existen 
depredadores que pueden mermar la población de post larvas, como insectos acuáticos y otros 
invertebrados del género anostraca, ostrácoda. En la dinámica poblacional y ecológica del 
zooplancton la sucesión empieza con los rotíferos, posteriormente los copépodos y cladóceros 
menores y finalmente los grandes cladóceros y copépodos. En Brasil se demostró que en los 
primeros días del proceso de larvicultura en la especie Colossoma macropomum (Gamitana) las 
post larvas prefieren consumir rotíferos y nauplios, y en ultima instancia se alimentan de 
cladóceros (Batista et.al, 1986). 
Para la producción de alevinos es importante considerar varios factores ambientales que 
permitan el buen desarrollo de los individuos, como: una temperatura del agua entre 24°C y 
29°C, organismos vivos de 0,15 a 0,20 mm, tales como rotíferos), óptima concentración de 
oxígeno disuelto en el agua de 6 a 8 mg/L y evitar la presencia de insectos y otros organismos 
del plancton de gran tamaño.  Es importante tomar en cuenta que las temperaturas que superen 
los 30°C son letales para las larvas y post larvas (Campos, 2015).  
Luego de haber instalado el cultivo de alimento vivo, al quinto día se puede obtener una 
máxima producción de rotíferos, que puede permanecer hasta 3 o 4 días después. Se puede 
obtener un buen inoculo de alimento vivo al filtrar 1 a 3 ml filtrando de 100 L de agua de 
estanque acuícola utilizando una red de 20-180 µm. (Campos, 2015). 
2.1.4. Alimento vivo  
El alimento vivo tiene características que lo permiten ser más atractivo para las post 
larvas que un alimento inerte, su movimiento estimula a las post larvas a alimentarse de estos; 
una coloración llamativa también puede ser un factor importante para que sean preferidos por 
los depredadores; y para una buena calidad de alevinos se debe considerar un alimento vivo 
nutritivo que brinde un adecuado y rápido crecimiento (Castro et al., 2003).   
Se puede utilizar como alimento vivo el zooplancton (rotíferos, copépodos, cladóceros, 
nauplios de crustáceos pequeños), el fitoplancton (las microalgas son la primera fuente de 
alimento de las post larvas, cuando recién están terminando de desarrollarse y empiezan a 
6 
 
buscar fuentes de alimento), las pupas o larvas de mosca de la fruta, también pueden utilizarse 
lombrices de tierra y otras larvas más pequeñas, de peces forrajeros (Castro et al., 2003).   
El alimento vivo es consumido antes de precipitarse en el fondo del cuerpo de agua, 
evitando su descomposición, por lo que no afecta en gran medida a la calidad del agua, por otro 
lado, el alimento inerte que no puede permanecer flotando en la superficie por un tiempo muy 
prolongado se terminará precipitando en el fondo del estanque afectando a su calidad e 
incrementando la mortalidad de post larvas (Castro et al., 2003).   
2.1.5. Función del plancton en los ecosistemas 
El plancton contine diversas poblaciones de especies vegetales (fitoplancton) y animales 
(zooplancton) que puede variar mucho en distintas muestras de volumen de un cuerpo de agua, 
el plancton influye en la alimentación de los organismos que lo consumen, por lo que su 
enriquecimiento mejorara la nutrición de los alevinos (Prieto, 2006). 
El plancton está compuesto mayormente por organismos microscópicos que se 
encuentran suspendidos en los cuerpos de agua salada y aguas continentales, y que son 
arrastrados por los movimientos de masas de agua (Prieto, 2006). 
2.1.6. Nutrientes en el agua y su función en el crecimiento del plancton 
El fósforo y el nitrógeno son los nutrientes más importantes, además del carbono, 
hidrogeno y oxígeno, ya que al incrementarse la concentración de estos dos nutrientes el 
crecimiento del fitoplancton se incrementará afectando a su vez en las poblaciones 
zooplanctónicas que se encuentran en el medio acuático. Por eso es importante considerar la 
cantidad de nutrientes presentes en los estanques de cultivo (Paerl, 1982). Según Byd et al. 
(1998) Las altas densidades de fitoplancton se encuentran relacionadas con concentraciones de 
fósforo total de 0,01 a 0,10 mg/L y de nitrógeno total de 0,10 a 0,75 mg/L. 
Dentro de los individuos que conforman el zooplancton se ha encontrado que los 
rotíferos s encuentran mas afectados a las limitaciones de fósforo que los crustáceos (Morales 
& Conde, 2000). Las concentraciones de carbono, fósforo y nitrógeno en algas se encuentran 
relacionadas con las concentraciones de estos nutrientes en el medio acuático, siendo así que  
se ha encontrado que en concentraciones de carbono y fosforo elevadas en el medio acuático 
7 
 
las concentraciones de carbono y fósforo en las células de clorofíceas son elevadas y de manera 
inversa en criptofíceas (Ramos & Conde, 2003). Pero se ha demostrado de manera experimental 
que las clorofíceas no son adecuadas para ser utilizadas como alimento vivo, mientras que las 
criptofíceas, por el contrario, presentan una alta calidad nutricional como alimento (Conde, 
2000). Por todo esto es importante considerar evaluar el desarrollo de las poblaciones de 
plancton puedan tener bajo distintas condiciones de disponibilidad de nutrientes. 
2.1.7. Interacción entre comunidades zooplanctónicas. 
Las post larvas mayormente se alimentan de rotíferos, cladóceros y copépodos. Se ha 
determinado que cuando existen altas densidades de Daphnia sp.  y de otras especies del 
suborden cladócera, la densidad y diversidad de rotíferos disminuye. Existen muchas 
interacciones que pueden afectar en el cultivo de alimento vivo que se deben considerar ya que 
pueden limitar el crecimiento de alguna especie de interés para el cultivo (Declerck et al., 2003). 
Las poblaciones de rotíferos pueden ser mermadas por cladóceros (mayormente 
Daphnia sp.) que por interferencia mecánica y competencia consumen más rápido las 
microalgas, además cuando los cladóceros son de gran tamaño (mayor a 1,2 mm) pueden 
eliminar varios rotíferos que son arrastrados a su cámara branquial (Burns & Gilbert,1986).   
 
Figura 1. Esquema general de las interacciones biológicas que implica al zooplancton. 
Fuente: Declerck et al., 2003 
8 
 
Las cianobacterias producen toxinas del tipo microcistinas, segregadas para favorecer 
su desarrollo eliminando la competencia de muchos organismos (Fredrickson & 
Stephanopoulos,1981). Su proliferación puede tener un efecto considerable en la estructura 
comunitaria del plancton, utilizan sus toxinas para reducir el crecimiento de otras algas que 
podrían servir como fuente de alimento para otros organismos (Gonzáles, 1988).  Microcystis 
sp. es una bacteria cuya proliferación está relacionada con el impacto de actividades antrópicas 
realizadas en la cuenca por el cambio de uso de suelo (Fredrickson & Stephanopoulos,1981). 
Las altas densidades de microcrustáceos (cladóceros, copépodos) está relacionado a 
cuerpos de agua de alto estado eutrófico y de alta densidad de algas, por otro lado, en muestras 
que provenían de cuerpos de agua de menor estado eutrófico se encontraron altas densidades 
de rotíferos (Villabona et al., 2015)  
En otras investigaciones realizadas en embalses y cuerpos de agua con alta densidad de 
algas conformada por especies poco apetecibles para el zooplancton como:  Loaiza et al. (2011) 
para charophytas del género Staurastrum sp.; Hansson & Tranvik (1996) alta presencia de 
cyanophytas coloniales como Microcystis wesenbergii; Palacio  et al. (2013) para cyanophytas 
filamentosas como Dolichospermum sp.; Bonecker et al. (2007), para cyanophytas coloniales 
como Microcystis aeruginos; para los 4 casos se encontró una predominancia de cladóceros en 
la biomasa de zooplancton, demostrándose que no existe limitación de alimento para los 
cladóceros, en especial para el género Bosmina.  
El metabolismo de los organismos acuáticos es afectado directamente por la temperatura 
del agua. A temperaturas más altas el tiempo de desarrollo y la tasa de crecimiento poblacional 
se incrementan (Melão, 1999). El zooplancton también puede alimentarse de detritos, los 
rotíferos pueden utilizarlo como fuente de alimento cuando no existen bajas densidades de 
algas, o cuando las algas predominantes no les son de utilidad nutricional (Nogrady et al.,1993). 
2.1.8. Aspectos ambientales de la acuicultura 
Toda actividad genera impactos ambientales, en el caso de la acuicultura esto dependerá 
de la especie con la que se esté trabajando, los métodos y tecnologías para el cultivo, la 
alimentación que se utilice y las condiciones ambientales de la cuenca (Dinara, 2010).  
9 
 
Cuando se utiliza fertilización para enriquecer la producción de plancton, se debe tomar 
en cuenta que las aguas residuales pueden generar la eutrofización de los cuerpos de agua 
cercanos, y también puede ocurrir la introducción de especies cuando se utilice alimento vivo 
comercial (artemia salina). El fósforo y nitrógeno que puedan ser vertidos a través de aguas 
residuales generadas en los procesos de producción de plancton pueden generar el crecimiento 
acelerado del fitoplancton afectando negativamente al cuerpo de agua. (Rabassó, 2006).   
La introducción de especies exóticas en los ecosistemas acuáticos receptores de las 
aguas residuales puede introducir agentes infecciosos y desplazar especies nativas, reduciendo 
la biodiversidad y calidad del cuerpo de agua. Es importante evaluar la acuicultura a nivel global 
para monitorear y prevenir esta problemática. (Dinara, 2010).   
2.1.9. Temperatura y uso de invernaderos 
La temperatura del agua afecta de manera significativa en el metabolismo de los 
organismos acuáticos, afectando a sus tasas de crecimiento, reproducción, alimentación y 
desarrollo (Alatorre et al., 2011). La temperatura afecta a los parámetros fisicoquímicos del 
agua y es necesaria para que puedan ocurrir distintos procesos acuáticos importantes para la 
acuicultura (Rojas, 2009).  
La temperatura de un cuerpo de agua varía en función a las variables meteorológicas y 
también la temperatura se estratifica variando con los cambios en la profundidad del cuerpo de 
agua. Cuando un cuerpo de agua recibe energía solar, ocurren toda una serie de procesos de 
intercambio de calor y procesos de evaporación (Arboleda, 2006). El invernadero es un sistema 
muy complejo, cuyas variables altamente dependientes de las condiciones climáticas exteriores 
dependerán a su vez del diseño del invernadero.  
En un estudio realizado por Hahn (2016) se determinó que los estanques con piso en 
tierra y cubierta plástica son más fáciles de manejar, más eficientes, tienen mejor rendimiento 
productivo (g/día/pez) y económico, presentan una mayor densidad de plancton y estabilidad 
térmica que los estanques sin cubierta plástica.  
 
10 
 
2.2. Marco conceptual 
2.2.1. Fitoplancton 
Se denomina fitoplancton al conjunto de organismos microscópicos acuáticos con 
capacidad fotosintética, que habitan en ecosistemas acuáticos iluminados. Están compuestos de 
células simples y de sencilla organización, se encuentran flotando libremente y en suspensión 
en las masas de agua (Vicente et al., 2005). 
La composición y abundancia de estos organismos varían de un medio acuático a otro, 
estando controlados por factores bióticos como la presencia y composición de zooplancton y 
factores abióticos como la luz, temperatura, salinidad y concentración de nutrientes (Tilman et 
al. 1982). 
2.2.2. Zooplancton 
El zooplancton está conformado por organismos acuáticos, mayormente por protozoos, 
rotíferos, seres unicelulares y microcrustáceos. En aguas continentales el zooplancton presenta 
altas tasas de crecimiento y reproducción (Conde et al., 2004).   
El zooplancton se puede clasificar en microzooplancton: (rotíferos y nauplios de 
copépodos) y metazooplancton (copépodos y cladóceros). La densidad y composición del   
zooplancton depende de la salinidad, temperatura y radiación UV, y de la densidad y 
composición del fitoplancton y bacterias (Coman et al., 2003). 
En la Tabla 1 se puede apreciar que los rotíferos son el eslabón entre el fitoplancton y 
los consumidores secundarios de las cadenas tróficas. Los crustáceos planctónicos pueden 
clasificarse en braquiópodos y copépodos (Conde et al., 2004). 
 
 
 
11 
 
Tabla 1. Características de los principales grupos de zooplancton de sistemas continentales 
Zooplancton 
Tamaño 
aprox. 
(mm) 
Reproducción 
Fuentes principales 
de alimento 
Sistemas acuáticos 
donde predominan 
Rotíferos 
0.05-
1.5 
Partenogenética 
(sexual ocasional) 
- Algas 
- Detritos 
- Bacterias 
- Otros 
rotíferos 
- Eutróficos 
- Sistemas no 
limitados en 
P 
- Sistemas con 
peces 
planctívoros 
Cladoceros 0.5-3.0 
Partenogenética 
(sexual 
ocasionalmente) 
- Algas 
- Bacterias 
- Oligotróficos 
- Sistemas sin 
peces 
planctívoros 
Copépodos 0.5-2.0 Sexual 
- Algas 
- Rotíferos 
- Ciliados 
- Eutróficos 
- Sistemas 
salinos 
Fuente: CONDE et al. (2004) 
2.2.3. Estándar de Calidad Ambiental para Agua 
En el Decreto Supremo N° 004-2017-MINAM indica los niveles de concentración a los 
que deben encontrarse distintos parámetros para que el cuerpo de agua no presente riesgos al 
ecosistema ni a la salud de las personas (MINAM, 2017). Según sus características el cuerpo 
de agua se puede dividir en: 
Categoría 1: Poblacional y recreacional, subdividido en: Subcategoría A: Aguas 
superficiales destinadas a la producción de agua potable y Subcategoría B: Aguas superficiales 
destinadas para recreación. 
Categoría 2: Extracción, cultivo y otras actividades marino costeras y continentales, 
subdividido en: Subcategoría C1: Extracción y cultivo de moluscos, equinodermos y tunicados 
en aguas marino costeras, Subcategoría C2: Extracción y cultivo de otras especies 
hidrobiológicas en aguas marino costeras, Subcategoría C3: Actividades marino portuarias, 
12 
 
industriales o de saneamiento en aguas marino costeras y Subcategoría C4: Extracción y cultivo 
de especies hidrobiológicas en lagos o lagunas. 
Categoría 3: Riego de vegetales y bebida de animales, subdividido en: Subcategoría D1: 
Riego de vegetales y Subcategoría D2: Bebida de animales. 
Categoría 4: Conservación del ambiente acuático, subdividido en: Subcategoría E1: 
Lagunas y lagos, Subcategoría E2: Ríos y Subcategoría E3: Ecosistemas costeros y marinos. 
 
  
13 
 
III. MATERIALES Y MÉTODOS 
3.1. Lugar de ejecución 
3.1.1. Ubicación política 
El presente estudio se realizó en el Centro Experimental del Instituto de Investigaciones 
de la Amazonia Peruana, políticamente ubicado en: 
Región  : Huánuco 
Provincia : Leoncio Prado  
Distrito  : Pueblo Nuevo 
Caserío  : Sai Pai 
 
Figura 2. Ubicación política del Centro Experimental IIAP – Huánuco, Sai Pai, Leoncio Prado 
3.1.2. Ubicación política 
Geográficamente el caserío de Sai Pai, se encuentra en la hoja 1652, 19-k, serie J631 
edición 2-IGN, de la Carta Nacional del Instituto Geográfico Nacional (IGN), a una altitud de 
540 msnm y bajo las siguientes coordenadas del sistema UTM WGS84 Zona 18S: 
14 
 
Este (m) : 388207.25 
Norte (m) : 8990976.75  
3.1.3. Características climáticas 
Según SENAMHI (2022), la. zona de estudio posee un clima tropical con temperaturas 
medias anuales de 23.8ºC, temperaturas máximas de 30.9ºC y mínimas de 18.6ºC, cálido y 
húmedo, con una temperatura media de 25.3°C, precipitación mayor de 3200 mm y una 
humedad relativa entre el 80-85%.  
3.1.4. Características topográficas 
La topografía característica de la zona es relevante accidentada, presentando 
protuberancias con pendientes de dimensiones regulares, las mismas que son características 
propias de la región selva alta (IGN, s.d.). 
3.1.5. Características topográficas 
La actividad económica principal, de acuerdo al Instituto Nacional de Estadística e 
Informática (INEI, 2017) es la agricultura donde más del 53% de los habitantes lo practican y 
la ganadería (36%), seguido del comercio (11%). 
3.2. Equipos y materiales 
3.2.1. Materiales para muestreo 
Frascos de vidrio de 150 ml, frascos de plástico de 500 ml, red para fitoplancton y red 
para zooplancton. 
3.2.2. Equipos y materiales de laboratorio 
Probetas de 100, 50 y 25 ml, dosificadoras o pipetas de 1 ml, vasos de precipitado de 
200 y 50 ml, luxómetro, multiparámetro Thermo Modelo ORION 4 STAR (Temperatura, pH, 
conductividad eléctrica y sólidos totales disueltos), oxímetro YSI modelo 550 A, kit de análisis 
15 
 
de agua LaMotte módelo AQ-2 (CO2), termo higrómetro Templec, microscopio invertido y 
cámara digital acoplada y cámara de recuento Sedgewick Rafter. 
3.2.3. Reactivos 
Agua desionizada y formaldehido (HCHO) al 2- 4%. 
3.2.4. Software 
SPSS y AmScope. 
3.3. Metodología 
Se utilizaron 10 baldes transparentes que fueron llenados con el agua proveniente de la 
fuente, quebrada Cruz de Motupe, previamente caracterizada, se colocaron 5 baldes dentro de 
un invernadero de 270 m2, y los 5 restantes fueron colocados fuera, en ambos casos se taparon 
los baldes durante las lluvias y se los mantenía destapados el resto del tiempo, se realizaron 
aireaciones mecánicas durante cada evaluación para evitar condiciones anaeróbicas; la 
evaluación duró 10 días, durante los cuales  se realizaron mediciones de variables 
fisicoquímicas (temperatura, pH, conductividad eléctrica,  sólidos totales disueltos, CO2 , OD, 
amonio, nitritos, nitratos y fosfatos), meteorológicas (temperatura, humedad, luminosidad y 
fotoperiodo) y biológicas (Zooplancton y fitoplancton). 
3.3.1. Determinación de la calidad fisicoquímica y composición plantónica de la 
quebrada Cruz de Motupe 
Inicialmente se procedió a evaluar las características fisicoquímicas y biológicas de la 
fuente de agua, quebrada Cruz de Motupe, que se utilizó para abastecer cada uno de los baldes 
(20 litros) a utilizar. 
Características fisicoquímicas     
Para tomar mediciones de  temperatura, pH, conductividad eléctrica y sólidos totales 
disueltos, se utilizó un multiparámetro Thermo Modelo ORION 4 STAR, para medir la cantidad 
de CO2 se utilizó el Kit de análisis de agua LaMotte módelo AQ-2, siguiendo las instrucciones 
16 
 
indicadas en el Kit, que consiste inicialmente en el llenado del  tubo de prueba (0608) con 20 
ml de muestra, luego añadir 2 gotas de Fenolftaleína 1% (2246), si llega a tomar una coloración 
roja indica que no hay presencia de CO2 libre, en caso contrario se procede a llenar el titulador 
de lectura directa (0380) con CO2 reactivo B (4253DR), la muestra se titula hasta que tome una 
coloración rosada (durante 30 segundos), se anotará la cantidad de CO2 en ppm ; para la 
medición de oxígeno disuelto se utilizará un Oxímetro YSI modelo 550 A, sumergiendo el 
electrodo para tomar la medición. 
Para el muestreo de nutrientes se realizó según lo indicado por DIGESA (2007), 
evitando las áreas de turbulencia excesiva, considerando la profundidad, velocidad de la 
corriente. Se muestreó en el centro de la corriente y en dirección opuesta, utilizando un envase 
de plástico de 500 ml (VIVES, 2003), se forró el envase con papel aluminio para evitar la 
exposición a la luz y se mantendrá en frío. Las muestras se enviaron a analizar al laboratorio de 
química de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, el mismo día de muestreo, en donde 
se realizó: determinación de amonio por el método del azul de indofenol (RODIER, 1981), 
determinación de nitritos por el método propuesto por RODIER (1981), determinación de 
nitrato por el método espectrometría ultravioleta (APHA, 1998), determinación de fosfato por 
el método del fósforo reactivo, (GARAY, 1993). 
Se utilizó el Estándar de Calidad Ambiental para Agua, publicados por el Ministerio del 
Ambiente (2017), para la Categoría 4 – ríos de selva: 
Tabla 2. Variables fisicoquímicas de la quebrada Cruz de Motupe 
Parámetros UM ECA Metodología 
Temperatura °C ** 
Equipo multiparámetro portátil, Thermo Modelo 
ORION 4 STAR. 
Oxígeno disuelto mg/L >=5 Oxímetro YSI modelo 550 A 
pH 
Valor de 
pH 
** 
pH, Conductividad, Solidos Totales – Método 
Instrumental Potenciométrico. 
Equipo multiparámetro portátil, Thermo Modelo 
ORION 4 STAR. 
Conductividad (25 
°C) 
uS/cm ** 
17 
 
Parámetros UM ECA Metodología 
Sólidos Disueltos 
Totales 
mg/L 500 
Nitratos mg/L 10 Espectrometría ultravioleta (APHA, 1998) 
Fosfato mg/L 0,5 Fósforo reactivo, (GARAY, 1993) 
UM: Unidad de medida; ECA: Estándar de Calidad Ambiental  
Composición plantónica  
Para el análisis de plancton se tomaron dos muestras: para fitoplancton y  zooplancton, 
siguiendo lo indicado por la UNMSM (2014): “Métodos de colecta, identificación y análisis de 
comunidades biológicas: Plancton, perifiton, bentos y nectos en aguas continentales del Perú”, 
para lo cual se utilizaron 2 botellas de vidrio de 150 ml, filtrándose 1 litro de muestra  en una 
malla de fitoplancton para filtrar la primera muestra y una malla de zooplancton para el filtrado 
de la segunda muestra, se utilizó una solución de formaldehido al 2% para conservar las 
muestras. 
Para determinar la densidad de fitoplancton y zooplancton se realizó un conteo de las 
muestras utilizando una cámara de Sedgewick Rafter, cuyas medidas son de 50 mm de longitud, 
20 mm de ancho y 1 mm de profundidad, el área total es de 1000 mm2 y el volumen es 1000 
mm3. Se realizó un conteo con cada muestra respectiva, considerando cada taxón por separado 
y en conjunto tanto para zooplancton como fitoplancton. Se agitaron las muestras para permitir 
que los individuos tengan una distribución homogénea, luego se tomó una alicuota de 1 ml por 
muestra. Cuando la muestra estaba muy concentrada se realizaron diluciones de la muestra con 
agua destilada, el recuento se realizó por transeptos y en caso de muestras escasas se realizará 
un conteo total, en caso de contar transeptos se utilizó la siguiente fórmula: 
𝑁°
𝑚𝑙⁄ =
𝐶𝑥1000𝑚𝑚3
𝐿𝑥𝐷𝑥𝑊𝑥𝑆
                                                              (1) 
En donde: 
N = Número de organismos contados. 
L = Longitud de cada transepto (largo de la cámara Sedgewick Rafter) mm. 
18 
 
D = Profundidad de un transepto (profundidad de la la cámara Sedgewick Rafter) mm. 
W = Ancho del transepto mm. 
S = Número de transeptos contados. 
Para tener un recuento más preciso, se realizaron tres repeticiones de cada muestra y 
con éstas se calculó la concentración media. 
3.3.2. Determinación del comportamiento de las variables meteorológicas y 
fisicoquímicas durante la producción de plancton 
Características fisicoquímicas  
Se realizó la medición en cada una de las unidades experimentales durante los 10 días 
de evaluación en 3 horarios: 8:00 a.m., 12:00 p.m. y 4:00 p.m. (OLIVO, 2018). 
Las mediciones fisicoquímicas de las unidades experimentales se hicieron siguiendo la 
misma metodología que se utilizó para evaluar la calidad fisicoquímica de la fuente de agua 
descrito en el inciso 3.3.1. 
Variables meteorológicas 
Se realizó la medición de tres variables meteorológicas, temperatura ambiental, 
humedad relativa ambiental y luminosidad, el horario de evaluación fue de 7:00 a.m hasta las 
4:00 p.m., considerándose las horas pico hipotéticas de luz en el horario de 10:00 am hasta las 
3:00 p.m., tomando un lapso de luz efectiva diaria de cinco (05) horas, (NIETO, et al, 2017). 
3.3.3. Determinación de la variación de la densidad de plancton durante la 
producción 
La variación de la densidad plancton se determinó a través de la diferencia entre la 
densidad de plancton obtenida al final de la producción (día 10) y la densidad de plancton inicial 
(día 0), también se determinó la variación de la densidad de plancton a la mitad de la producción 
(día 5). 
19 
 
Para determinar la densidad de plancton se tomaron muetras a una profundidad de 15 
centimetros de cada unidad experimental, utilizando la misma metodología de muestreo 
descrita para la evaluación de la composición plantónica de la fuente (ver inciso 3.3.1, seccion 
de composición plantónica de la fuente de agua) y siguiendo el mismo procedimiento para el 
conteo de individuos de zooplancton y fitoplancton; se realizaron 3 mediciones (al inicio, a 
mitad y al final). 
3.4. Condiciones Semicontroladas 
Para evaluar la producción de plancton como alimento vivo en condiciones 
semicontroladas, se utilizó un invernadero de 270 m2, dentro del cual fueron colocadas 5 
unidades experimentales (baldes de 20 litros). Para comparar los datos se colocaron 5 unidades 
experimentales (baldes de 20 litros) fuera del invernadero, en condiciones naturales.   
3.5. Análisis estadístico 
3.5.1. Diseño experimental 
Para el análisis estadístico se aplicó el diseño completo al azar (DCA) con 5 
repeticiones, para determinar la producción de plancton.  
Yij = u + Ti + Eij                                      (2) 
Donde: 
I : 1,2,3, ….. t 
J : 1,2,3, …. n 
Yij : Variable respuesta en la j-ésima repetición del i-ésimo tratamiento. 
U : Media general. 
Ti : Efecto del tratamiento i. 
Eij : Error aleatorio, donde Eij ~ N(0, σ2) 
Para el cual: 
20 
 
H0 : T1 = T2 =….. Tt 
Ha : Al menos un efecto de tratamiento es diferente a los demás. 
Se realizó la prueba U de mann Whitney para los datos que no presentaban distribución 
normal y la prueba T de student para la comparación de datos que presentaban distribución 
normal. 
3.5.2. Variable dependiente  
Producción de Plancton 
− Producción de Chlorophytas. 
− Producción de Euglenophytas. 
− Producción de Cyanophytas. 
− Producción de Bacillariophytas. 
− Producción de Rotiferos. 
− Producción de Arthropodos. 
3.5.3. Variable independiente 
Meteorológicos ambientales 
− Humedad relativa. 
− Temperatura del aire. 
− Luminosidad. 
Fisicoquímicos del agua 
− Temperatura. 
− pH. 
− Nutrientes (amonio, nitritos, nitratos y fósforo). 
− Oxígeno disuelto. 
− Dióxido de carbono. 
− Conductividad. 
21 
 
− Solidos totales disueltos. 
3.6. Tipo y nivel de investigación 
3.6.1. Tipo de investigación 
Se recurrió a la ciencia biológica para describir la composición planctónica encontrada, 
a la ciencia ambiental para relacionarlo con la calidad fisicoquímica del agua de la quebrada 
Cruz de Motupe y a la ciencia meteorológica para la evaluación de las condiciones ambientales. 
Por lo que según Jacobo (2013) la investigación se puede clasificar como aplicada. 
3.6.2. Nivel de investigación 
El estudio es descriptivo según Jacobo (2013)  ya que sirve como base y fundamento 
para la realización de próximas investigación,  porque se utiliza la estadística para analizar la 
producción de plancton en condiciones semicontroladas. 
3.6.3. Diseño de investigación 
El estudio es experimental de tipo cuantitativo transversal, porque corresponde al 
estudio de la relación de causalidad entre la variable independiente y dependiente, así como su 
análisis y/o explicación de los fenómenos.  
22 
 
IV. RESULTADOS Y DISCUSION 
4.1. Calidad fisicoquímica y composición planctónica de la quebrada Cruz de Motupe 
4.1.1. Calidad fisicoquímica de la fuente de agua 
En la Tabla 3 se muestran los resultados que se obtuvieron en cada uno de los 
parámetros evaluados en la quebrada Cruz de Motupe el 7 de noviembre del 2017, 
encontrándose:  temperatura (25.8 ± 0.01 ºC), pH (8.16 ± 0.01), oxígeno disuelto (6.5 ± 0.05 
mg/L), conductividad eléctrica (297 ± 0.58 µS/cm), y nitratos (4.585 ± 0.0024 mg/L), se 
encuentran dentro de lo establecido en los Estándares de Calidad Ambiental para Agua en la 
categoría 3, Subcategoría D1: Riego de vegetales (MINAM, 2017)  
Tabla 3. Variables fisicoquímicas de la quebrada Cruz de Motupe 
Parámetros UM ECA Media ± (D.e.) 
Temperatura  °C ** 25.8 0.01 
Oxígeno disuelto mg/L >=5 6.5 0.05 
Ph Valor de pH ** 8.16 0.01 
Conductividad  uS/cm ** 297 0.58 
Sólidos Disueltos Totales mg/L 500 95 0.58 
Dióxido de carbono mg/L ** 1.9 0 
Amonio mg/L ** 0 0 
Nitritos mg/L ** 0.05 0.002 
Nitratos mg/L 10 4.585 0.0024 
Fósforo mg/L 0,5 0.012 0.001 
UM: Unidad de medida; ECA: Estándar de Calidad Ambiental, D.e: Desviación estándar, **: Valor no establecido. 
 
Según Obregón (2006), Barrenechea (2004), Alcántara (1996), Massol (2002) y Roldan 
(2008), Egna (1997), Boyd (1998), los valores mostrados en la Tabla 3 de dióxido de carbono 
(1.9 ± 0 mg/L), solidos totales disueltos (95 ± 0.58 mg/l), amonio (0.00 ± 0 mg/l), se encuentra 
dentro de los valores adecuados y característicos de un cuerpo natural. Considerando la 
utilización del agua para la producción de plancton, la concentración de fosforo fue 0.012 ± 
0.001 mg/L y según Boyd (1998), las concentraciones de fósforo total de 0,01 a 0,10 mg/L 
23 
 
están asociadas con densas poblaciones planctónicas; por lo tanto, se puede considerar que se 
cuenta con valores adecuados de nutrientes para la producción de plancton. 
 
4.1.2. Composición plantónica de la fuente de agua 
En la Tabla 4 se muestran los distintos géneros que componen el plancton presente en 
la quebrada Cruz de Motupe y la densidad de cada uno. Se observa una mayor densidad en el 
phyla Cyanophyta de la familia Microcystaceae con el valor de 8 500 000 lnd/L, seguido del 
phyla Chlorophyta para los géneros Golenkinia y Ankistrodesmus, con valores de 550 000 lnd/L 
y 137 500 lnd/L.  
Tabla 4. Composición plantónica de la quebrada Cruz de Motupe 
Phyla Género  
Densidad  
(Ind/L) 
Chlorophyta Actinastrum  75 000 
Chlorophyta Chlamydomonas  87 500 
 Chlorophyta Ankistrodesmus  137 500 
Chlorophyta Golenkinia  550 000 
Chlorophyta Pediastrum  75 000 
Chlorophyta Acutodesmus  12 500 
Chlorophyta Scenedesmus  37 500 
Euglenophyta Euglena  37 500 
Euglenophyta Phacus  12 500 
Cyanophyta Microcystaceae (Familia)  8 500 000 
Bacillariophyta Aulacoseira  25 000 
Rotifera Brachionus  200 
Rotifera Keratella  100 
 Total 
 
9 550 300 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Representación de la composición de plancton en la quebrada Cruz de Motupe 
De acuerdo a la Figura 3, phyla más representativo es el Cyanophyta (89.000%), 
seguido de Chlorophyta (10.209%), Euglenophyta (0.524%), Bacillariophyta (0.262%) y 
finalmente el phyla Rotifera (0.003%). Se puede apreciar que la Quebrada Cruz de Motupe 
presenta mayor densidad de algas del phyla Cyanophyta (8 500 000 lnd/L) de la familia 
Microcystaceae (Tabla 3), según Fredrickson & Stephanopoulos (1981), la distribución 
potencial de Microcystis sp. perteneciente a la familia Microcystaceae, se encuentra asociada 
al cambio en el uso de suelo y vegetación, y a las actividades antropogénicas que se llevan a 
cabo en la cuenca del sistema,   producen toxinas del tipo microcistinas, segregadas para 
favorecer su desarrollo eliminando la competencia de muchos organismos.  
 
 
                                                        
25 
 
4.2. Comportamiento de las variables meteorológicas y fisicoquímicas durante la 
producción de plancton 
4.2.1. Parámetros meteorológicos  
En la Tabla 5 se muestran los datos obtenidos en los parámetros meteorológicos durante 
los 10 días de evaluación observándose que la temperatura mínima (24.2 ºC), máxima (53.2 ºC) 
y media (37.7 ºC) del aire tiene valores mayores en condiciones semicontroladas, en cambio en 
condiciones naturales presentan valores de 20.1ºC, 37 ºC y 28.7 ºC, respectivamente.  
Para la humedad relativa, el valor mínimo (38%) y media (65.6%) en condiciones 
semicontroladas presentan valores por encima de los obtenidos en condiciones naturales, con 
31% para el mínimo y 60.4% para la media, sin embargo, el valor máximo es el mismo para 
ambas evaluaciones.  
Tabla 5. Parámetros meteorológicos analizados. 
Parámetros Condiciones N Mínimo Máximo Media CV 
Temperatura del aire (ºC) 
Naturales 5 20.1 37 28.7 15% 
Semicontroladas 5 24.2 53.2 37.7 21.1% 
Humedad relativa (%) 
Naturales 5 31 88 60.4 24.6% 
Semicontroladas 5 38 88 65.5 19.3% 
Luminosidad (klx) 
Naturales 5 1.3 141. 5 51.6 69.3% 
Semicontroladas 5 0.32 46.1 18.2 68.8% 
N: Número de repeticiones, Cv: Coeficiente de variación expresado en porcentaje. 
 
Los resultados en las pruebas U de Mann Whitney a los parámetros meteorológicos 
(Tabla 6) muestran una diferencia significativa entre las condiciones naturales y 
semicontroladas, desde las 7:00 hasta las 16:00 horas, con excepción de la humedad relativa 
que a las 7:00, 9:00 y 11:00 horas no mostró diferencias significativas.  
 
 
26 
 
Tabla 6. Prueba U de Mann Whitney a las variables meteorológicas a un error α de 0.05. 
Hora  T º Aire. H% Lum. 
07:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.862NS <0.001* 
08:00 Sig. Asintótica <0.001* <0.001* <0.001* 
09:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.560NS <0.001* 
10:00 Sig. Asintótica <0.001* <0.001* <0.001* 
11:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.226NS <0.001* 
12:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.025* <0.001* 
13:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.003* <0.001* 
14:00 Sig. Asintótica <0.001* <0.001* <0.001* 
15:00 Sig. Asintótica <0.001* 0.002* <0.001* 
16:00 Sig. Asintótica <0.001* <0.001* <0.001* 
T º Aire.: Temperatura aire, H%: Humedad relativa, Lum.: Luminosidad, *: La variable es diferente entre el tratamiento y testigo, NS: La 
variable no es diferente entre el tratamiento y testigo. 
En la Figura 4 se muestran los promedios horarios de los resultados obtenidos en la 
temperatura del aire en condiciones naturales y semicontroladas, obteniéndose valores más 
altos en condiciones semicontroladas. 
Figura 4. Variación horaria de la temperatura ambiental durante el día. 
22.84
24.59
26.04
27.738 28.69
30.37
31.66 32.37 31.83 30.88
26.49
28.63
31.97
35.94
39.87
44.36
42.17
43.63 43.16
40.66
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
07:00 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00
T
e
m
p
e
ra
tu
ra
 a
ir
e
 (
ºC
)
Tiempo (Hora)
Testigo Tratamiento
27 
 
En la Figura 5 se muestran los promedios horarios de los resultados obtenidos para la 
humedad relativa en condiciones naturales y semicontroladas, observándose valores similares 
entre ambos a las 7:00 horas y empezándose a notar diferencia a partir de las 8:00 horas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 5. Variación horaria de la Humedad relativa durante el día.  
 
En la Figura 6 se observan los promedios horarios de los resultados obtenidos para la 
luminosidad, observándose valores más altos en condiciones naturales, la diferencia entre los 
valores en condiciones naturales y semicontroladas se incrementan desde las 10:00 hasta las 
15:00 horas. 
81.5
75.8
70.18
62.06
55.2
51.4
53.9
48.9
51.5
53.9
81.2
79.8
74.7
69.6
60.7
55.8
58.6
57.4
56
61.3
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
07:00 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00
H
u
m
e
d
a
d
 R
e
la
ti
v
a
 (
%
)
Tiempo (Hora)
Testigo Tratamiento
28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Variación horaria de la luminosidad durante el día. 
 
4.2.2. Parámetros fisicoquímicos del agua 
En la Tabla 7 se muestran los resultados obtenidos en los parámetros fisicoquímicos del 
agua durante los diez días de evaluación, observándose un valor más alto en la media de la 
temperatura en condiciones semicontroladas, las medias de la conductividad y sólidos totales 
disueltos fueron mayores en condiciones naturales, y para el caso del oxígeno disuelto y el pH 
las medias mostraron valores cercanos. 
Los parámetros fisicoquímicos del agua en condiciones semicontroladas muestran 
diferencia significativa a los valores obtenidos en condiciones naturales (Tabla 8), ya que según 
HAHN (2016), la humedad relativa, temperatura ambiental son factores que al transcurrir el 
tiempo modifican la temperatura de un cuerpo de agua, y esta a su vez es la más importante de 
la ecología acuática y modifica a las demás variables físico-químicas y su dinámica, 
considerando que en las variables de oxígeno disuelto y pH fueron equilibradas con aireación 
mecánica constante y previa a cada medición realizada, lo que se refleja en las similitudes entre 
los valores obtenidas a las 16:00 y 12:00 horas para el oxígeno disuelto y pH, respectivamente, 
a pesar de eso se observaron diferencias significativas en ambas variables durante la mayoría 
mediciones realizadas; la concentración de solidos totales disueltos fue disminuyendo durante 
8.403
18.799
35.039
57.454858.033
70.885
85.105
76.435
64.262
20.05
2.685
7.744
12.529
19.839
22.498
26.088
31.99
25.224
20.466
12.43
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
07:00 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 16:00
L
u
m
in
o
s
id
a
d
 (
L
x
)
Tiempo (Hora)
Testigo Tratamiento
29 
 
los 10 días de evaluación, indicando una reducción de la concentración de calcio, fosfatos, 
nitratos, sodio, potasio, cloruro y otros componentes orgánicos, siendo esta reducción mayor en 
condiciones semicontroladas, indicando un mayor consumo de sólidos totales disueltos. 
Tabla 7. Parámetros fisicoquímicos del agua. 
Parámetros Condiciones N Mínimo Máximo Media CV 
Temperatura (ºC) 
Naturales 5 22.60 38.60 29.70 14.93% 
Semicontroladas 5 25 41.7 32 13.59% 
Oxígeno Disuelto (mg/l) 
Naturales 5 4.13 7.17 5.45 12% 
Semicontroladas 5 3.72 6.59 5.09 13% 
Ph 
Naturales 5 8.26 9.08 8.54 1.76% 
Semicontroladas 5 7.16 8.83 8.5 2% 
Conductividad Eléctrica 
(µS/cm) 
Naturales 5 171.5 199.8 188.96 3.98% 
Semicontroladas 5 159 198.4 182.96 6.19% 
Solidos Totales Disueltos 
(mg/l) 
Naturales 5 83 98 92.57 4.03% 
Semicontroladas 5 78 97 89.65 6.20% 
N: Número de repeticiones, Cv: Coeficiente de variación expresado en porcentaje. 
En la Tabla 8 se muestran los resultados de las pruebas U de Mann Whitney realizadas 
a las variables fisicoquímicas del agua, obteniéndose diferencias significativas entre los valores 
obtenidos en condiciones naturales y los valores obtenidos en condiciones semicontroladas, 
para todas las variables con excepción del pH, durante las 12:00 horas y el Oxígeno disuelto 
durante las 16:00 horas. 
 
30 
 
Tabla 8. Prueba U de Mann Whitney a las variables físico-químicas del agua a un error α de 
0.05. 
 
 
 
 
 
T º: Temperatura del agua, OD: Oxígeno disuelto, Cond.: Conductividad eléctrica, STD: Solidos totales disueltos, S.A.: Significancia asintótica, 
*: La variable es diferente entre el tratamiento y testigo, NS: La variable no es diferente entre el tratamiento y testigo. 
En la Figura 7 se muestran las diferencias entre los promedios de la temperatura del 
agua en condiciones naturales y semicontroladas, observándose mayores valores de temperatura 
en condiciones semicontroladas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Variación de la temperatura del agua durante la evaluación diaria. 
En la Figura 8 se muestran las diferencias entre los promedios del oxígeno disuelto en 
condiciones naturales y semicontroladas, observándose valores mayores de oxígeno disuelto en 
condiciones naturales hasta llegadas las 16:00 horas en donde los valores son similares a los 
que se obtuvieron en condiciones semicontroladas. 
 
Hora  Tº OD pH Cond STD 
7:00  S. A. <0.001* 0.003* 0.016* 0.042* 0.034* 
12:00  S. A. <0.001* <0.001* 0.336NS 0.006* 0.004* 
16:00 S. A. <0.001* 0.565NS 0.014* 0.012* 0.013* 
8.554
8.5664
8.4986
8.48
8.51
8.516
8.46
8.48
8.5
8.52
8.54
8.56
8.58
07:00 12:00 16:00
p
H
Tiempo (hora)
Testigo Tratamiento
31 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8. Variación del oxígeno disuelto durante la evaluación diaria. 
En la Figura 9 se muestran las diferencias entre los promedios del pH en condiciones 
naturales y semicontroladas, observándose mayores valores en los promedios del pH en 
condiciones naturales hasta llegadas las 16:00 horas en donde los valores son mayores en 
condiciones semicontroladas. 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 9. Variación del pH del agua durante la evaluación diaria.  
5.0876
5.7282
5.53
4.65
5.16
5.4618
4
4.2
4.4
4.6
4.8
5
5.2
5.4
5.6
5.8
6
07:00 12:00 16:00
O
x
ig
e
n
o
 D
is
u
e
lt
o
 (
m
g
/l
)
Tiempo (Hora)
Testigo Tratamiento
8.554
8.5664
8.4986
8.48
8.51
8.516
8.46
8.48
8.5
8.52
8.54
8.56
8.58
07:00 12:00 16:00
p
H
Tiempo (hora)
Testigo Tratamiento
32 
 
En la Figura 10 se muestran las diferencias entre los promedios de la conductividad eléctrica 
en condiciones naturales y semicontroladas, observándose mayores valores en los promedios 
de la conductividad en condiciones naturales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Variación de la conductividad eléctrica del agua durante la evaluación diaria.  
En la Figura 11 se muestran las diferencias entre los promedios de sólidos totales 
disueltos en agua en condiciones naturales y semicontroladas, observándose mayores valores 
en los promedios de sólidos totales disueltos en condiciones naturales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11.  Variación de la cantidad de sólidos totales disueltos en agua durante la evaluación 
diaria.  
93.16
92.36 92.26
90.48
89.18 89.28
87
88
89
90
91
92
93
94
07:00 12:00 16:00
S
o
lid
o
s
 t
o
ta
le
s
 d
is
u
e
lt
o
s
 (
m
g
/l
)
Hora
Testigo Tratamiento
190.098
188.62 188.32
184.64
181.99 182.24
180
182
184
186
188
190
192
07:00 12:00 16:00
C
o
n
d
u
c
ti
v
id
a
d
 (
µ
S
/c
m
)
Tiempo (hora)
Testigo Tratamiento
33 
 
4.3. Variación de la densidad de plancton durante la producción  
En la Tabla 9 se muestran la producción de plancton obtenida hasta el quinto día de 
evaluación, se puede apreciar que para las Cyanophytas la producción tiene valores negativos 
en condiciones naturales y semicontroladas, indicando consumo, de igual forma para 
Euglenophytas, Bacillariophytas y Rotíferos se registraron valores negativos como valores 
mínimos registrados entre las repeticiones, indicando consumo en algunos casos, para estos 3 
phyla. 
En condiciones naturales se observa una mayor producción de los phyla: Chlorophyta, 
Euglenophyta, y Rotifera comparándolo con la obtenida bajo condiciones semicontroladas. en 
condiciones semicontroladas se obtuvo una mayor producción de los phyla: Bacillariophyta y 
Artrópoda; también se obtuvo un mayor consumo de Cyanophytas en condiciones 
semicontroladas. 
Tabla 9. Producción de plancton hasta el quinto día de evaluación. 
Variable Condiciones N Mínimo Máximo Media CV 
Producción 
Chlorophyta  
Naturales 5 682 295 1 557 095 1 097 115 38.33% 
Semicontroladas 5 305 000 1 502 400 887 920 48.00% 
Producción 
Euglenophyta 
Naturales 5 2 500 77 500 45 000 72.44% 
Semicontroladas 5 -12 500 87 500 42 500 94.39% 
Producción 
Cyanophyta 
Naturales 5 -2 012 500 112 500 -985 000 88.73% 
Semicontroladas 5 -2 537 500 337 500 -1 697 500 68.59% 
Producción 
Bacillariophyta 
Naturales 5 165 625 340 625 243 125 29.17% 
Semicontroladas 5 -12 500 787 500 290 000 111.92% 
Producción        
Rotifera 
Naturales 5 -230 1 770 648 134.04% 
Semicontroladas 5 -400 700 180 269.75% 
Producción 
Artrópoda 
Naturales 5 590 2 640 1 700 44.14% 
Semicontroladas 5 1 440 2 840 2 190 25.01% 
N: Número de repeticiones, Cv: Coeficiente de variación expresado en porcentaje. 
 
 
34 
 
En la Tabla 10 se muestran la producción de plancton obtenida hasta final de la 
evaluación, se puede apreciar que para las Cyanophytas y rotíferos la producción tiene valores 
negativos en condiciones naturales y semicontroladas, indicando consumo, de igual forma para 
Euglenophytas se registraron valores negativos como valores mínimos registrados entre las 
repeticiones, indicando consumo en algunos casos. 
En condiciones naturales se observa una mayor producción de los phyla: Chlorophyta, 
Rotifera y Artrópoda. En condiciones semicontroladas se obtuvo una mayor producción de los 
phyla: Euglenophyta y Bacillariophyta, de igual forma se obtuvo un mayor consumo de 
Cyanophytas y se registró consumo de rotíferos en lugar de producción.  
Tabla 10. Producción de plancton hasta el final de la evaluación. 
Variable Condiciones N Mínimo Máximo Media CV 
Producción 
Chlorophyta 
Naturales 5 267 203 1 367 303 647 323 64.69% 
Semicontroladas 5 57 500 1 007 400 364 900 108.96% 
Producción 
Euglenophyta 
Naturales 5 15 000 152 500 65 000 87.07% 
Semicontroladas 5 -25 000 187 500 105 000 81.00% 
Producción 
Cyanophyta 
Naturales 5 -4 300 000 -1 750 000 -2 992 500 34.62% 
Semicontroladas 5 -3 700 000 -2 300 000 -3 077 500 17.61% 
Producción 
Bacillariophyta 
Naturales 5 262 500 450 000 397 500 20.06% 
Semicontroladas 5 87 500 1 775 000 630 000 110.35% 
Producción 
Rotifera 
Naturales 5 60 560 338 66.76% 
Semicontroladas 5 -150 0 -80 71.26% 
Producción 
Artrópoda 
Naturales 5 1 750 2 400 2 050 12.44% 
Semicontroladas 5 300 1300 950 41.11% 
N: Número de repeticiones, Cv: Coeficiente de variación expresado en porcentaje. 
En la Tabla 11 se muestran los resultados obtenidos en la prueba T student realizada a 
la producción de plancton en cada uno de los phyla encontrados, en donde se observa que sólo 
se obtuvieron diferencias significativas para la producción de artrópodos y rotíferos en 
condiciones semicontroladas en el último día de evaluación (Día 10). 
 
35 
 
Tabla 11. Prueba T-Student realizada a la producción de plancton en cada uno de los phyla 
encontrados. 
Variable 
Día 5 Día 10 
Significancia (bilateral) Significancia (bilateral) 
Producción Chlorophyta 0.457NS 0.306NS 
Producción Euglenophyta 0.917NS 0.407NS 
Producción Cyanophyta 0.306NS 0.875NS 
Producción Bacillariophyta 0.760NS 0.498NS 
Producción Rotifera 0.324NS 0.013* 
Producción Arthropoda 0.272NS 0.001* 
*: La variable es diferente entre el tratamiento y testigo, NS: La variable no es diferente entre el tratamiento y testigo. 
Al comparar los valores de la producción de zooplancton en condiciones naturales y 
semicontroladas (Tabla 10), se observa que bajo condiciones naturales se presenta mayor 
producción de artrópodos y rotíferos, lo cual contradice a lo indicado por MELÃO (1999), que 
el aumento de la temperatura afecta directamente el metabolismo de los organismos, disminuye 
los tiempos de desarrollo e incrementa las tasas de crecimiento poblacional; pero, al ver las 
densidades obtenidas en rotíferos al inicio, mitad y final de la evaluación (Figura 12) se puede 
apreciar que en el día 5 (a la mitad de la producción) existió una mayor densidad de rotíferos 
en condiciones naturales, a pesar de que en el día 0 la densidad de rotíferos era mayor en 
condiciones semicontroladas; esto cobra sentido al considerar que en condiciones 
semicontroladas la dinámica poblacional de rotíferos es más acelerada, por lo que pudo haberse 
obtenido un mayor valor de densidad de rotíferos si se evaluaba en los días anteriores al día 5. 
Según Alcántara (2015), para un tiempo de experimentación de 11 días y utilizando distintos 
tratamientos de harina de pescado, los resultados mostraron que entre el día 4 y 8 la producción 
promedio de rotíferos incrementó significativamente, además menciona que durante su estudio 
la temperatura de los diferentes tratamientos osciló en promedio entre los 28 y 29 ºC; las 
evaluaciones realizadas por Alcántara (2015) fueron en condiciones naturales, teniendo valores 
en la temperatura del agua similares a los que se obtuvieron en el tratamiento (Tabla 7), por lo 
que considerando que en condiciones semicontroladas el metabolismo es más acelerado 
producto del incremento en la temperatura, entonces los mayores valores de densidad de 
rotíferos se deben encontrar en los días anteriores al 5. 
 
36 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 12. Variación en la densidad de rotíferos. 
En la Figura 13 se puede apreciar que el phyla Artrópoda inició con la misma densidad 
en condiciones naturales y semicontroladas, en el quinto día se obtuvo una mayor densidad en 
condiciones semicontroladas, pero en el último día se obtuvo una mayor densidad en 
condiciones naturales. Este comportamiento en la variación de la densidad de artrópodos se 
puede explicar de igual forma que en el caso de los rotíferos considerando que en condiciones 
semicontroladas el metabolismo es mayor generando una dinámica poblacional más acelerada 
que en condiciones naturales. 
 
 
 
 
 
 
                      
Figura 13. Variación en la densidad de artrópodos. 
352
1000
690
760
940
680
0
200
400
600
800
1000
1200
Día 0 Día 5 Día 10
Tiempo
D
en
si
d
ad
 (
In
d
/L
)
Testigo Tratamiento
110
1810
2160
110
2300
1060
0
500
1000
1500
2000
2500
Día 0 Día 5 Día 10
Tiempo
D
en
si
d
ad
 (
In
d
/L
)
Testigo Tratamiento
37 
 
En la Figura 14  se puede apreciar la curva de crecimiento del phyla Arthropoda en 
condiciones naturales y semicontrolados en donde se puede apreciar que en condiciones 
naturales la población de artrópodos continua en crecimiento hasta el día 10, pero en 
condiciones semicontroladas se observa que la población de artrópodos llega a un máximo en 
el día 5 y a un declive en el día 10; pudiéndose corroborar la una dinámica poblacional más 
acelerada para los artrópodos y confirmándose así lo planteado por MELÃO (1999).  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 14. Dinámica poblacional de phyla Arthropoda. 
 
 
 
 
 
y = -27x2 + 475x + 110
R² = 1
y = -76.2x2 + 819x + 110
R² = 1
0
500
1000
1500
2000
2500
0 2 4 6 8 10
D
e
n
si
d
ad
 (
In
d
v/
L)
Tiempo (dias)
Condiciones normales Condiciones semicontroladas
38 
 
V. CONCLUSIONES 
1. La calidad fisicoquímica de la quebrada Cruz de Motupe se encuentran dentro de lo 
establecido en los Estándares de Calidad Ambiental para Agua en la categoría 4: 
Conservación del Ambiente Acuático: Ríos de selva (MINAM, 2017), la abundancia de 
Cyanophytas de la familia Microcystaceae, está asociada al cambio en el uso de suelo y 
vegetación, y a las actividades antropogénicas que se llevan a cabo en la 
cuenca, producen toxinas del tipo microcistinas, segregadas para favorecer su desarrollo 
eliminando la competencia de muchos organismos. 
 
2. Se determinó que existe diferencia estadística significativa en el comportamiento de los 
parámetros fisicoquímicas y meteorológicas durante la producción de plancton en 
condiciones semicontroladas, generándose valores óptimos para la proliferación de 
plancton. 
 
3. Se determinó que la variación de la densidad de plancton durante la producción en 
condiciones semicontroladas es mayor y más acelerada, existiendo una diferencia 
estadística significativa en la producción de rotíferos y artrópodos. 
  
39 
 
VI. PROPUESTAS A FUTURO 
1. Estudiar la comunidad de macroinvertebrados acuáticos y otros bioindicadores que 
faciliten la evaluación ambiental de la quebrada Cruz de Motupe. 
2. Estudiar la dinámica de la comunidad plantónica de la quebrada Cruz de Motupe y su 
comportamiento estacional para determinar el momento adecuado para su disposición, 
y su potencial acuícola. 
3. Establecer los requerimientos físicos y nutritivos adecuados para el mantenimiento en 
condiciones de laboratorio y la aceptabilidad alimenticia de cada cepa de la comunidad 
planctónica de la quebrada Cruz de Motupe de Sai Pai. 
4. Incrementar la frecuencia de muestreo de plancton, al momento de la producción, para 
conseguir el análisis de todo el ciclo reproductivo y fases de crecimiento de cada cepa.  
  
40 
 
VII.REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS 
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investigaciones marinas y costeras. Colombia. 148 p. 
49 
 
  
 
 
 
 
 
 
 
VIII.ANEXOS 
50 
 
ANEXO A. Datos de Nubosidad durante los días de evaluación. 
 
Figura 15. Nubosidad Diaria.   
 
 
Figura 16. Nubosidad horaria  
 
 
 
 
51 
 
ANEXO B. Normalidad de datos para prueba U de Mann Whitney. 
 
Tabla 12.  Pruebas estadísticas de normalidad a variables meteorológicas. 
Variable Tratamiento 
Kolmogorov-Smirnova Shapiro-Wilk 
Est. gl Sig. Est. gl Sig. 
Tº Amb. 
Testigo 0.1 500 <0.001 0.967 500 <0.001 
Tratamiento 0.126 500 <0.001 0.938 500 <0.001 
H% 
Testigo 0.117 500 <0.001 0.953 500 <0.001 
Tratamiento 0.139 500 <0.001 0.936 500 <0.001 
Lum. 
Testigo 0.098 500 <0.001 0.944 500 <0.001 
Tratamiento 0.092 500 <0.001 0.936 500 <0.001 
Est.:Estadistico. gl: Grados de libertad. Sig.: Significancia. T º Amb.: Temperatura ambiental. H%: Humedad relativa. Lum.: Luminosidad. 
 
Tabla 13. Pruebas estadísticas de normalidad a variables fisicoquímicas del agua.  
Variable Tratamiento 
Kolmogorov-Smirnova Shapiro-Wilk 
Est. gl Sig. Est. gl Sig. 
Tº 
Testigo 0.13 150 <0.001 0.906 150 <0.001 
Tratamiento 0.164 150 <0.001 0.924 150 <0.001 
OD 
Testigo 0.084 150 0.012 0.977 150 0.012 
Tratamiento 0.076 150 0.035 0.98 150 0.029 
pH 
Testigo 0.098 150 0.001 0.95 150 <0.001 
Tratamiento 0.143 150 <0.001 0.766 150 <0.001 
Cond. 
Testigo 0.13 150 <0.001 0.905 150 <0.001 
Tratamiento 0.129 150 <0.001 0.925 150 <0.001 
STD 
Testigo 0.17 150 <0.001 0.902 150 <0.001 
Tratamiento 0.139 150 <0.001 0.922 150 <0.001 
Est.:Estadistico. gl: Grados de libertad. Sig.: Significancia. T º: Temperatura del agua. OD: Oxígeno disuelto en agua. Cond.: Conductividad 
eléctrica del agua. STD: Solidos Totales Disueltos en agua. 
 
 
 
52 
 
ANEXO C. Producción de plancton y consumo de solidos totales disueltos. 
 
Tabla 14. Datos de Producción de plancton y consumo de solidos totales disueltos. 
Tratamiento Día 
Prod. 
Chl. 
(Ind/L) 
Prod. 
Eugl. 
(Ind/L) 
Prod. 
Cyan. 
(Ind/L) 
Prod. Bacill. 
(Ind/L) 
Prod.  Rot. 
(Ind/L) 
Prod.  Arthr. 
(Ind/L) 
Consumo 
STD  
(mg/L) 
Testigo 0 0 0 0 0 0 0 0.00 
Testigo 5 1097115 45000 -985000 243125 648 1700 5.20 
Testigo 10 647323 65000 -2992500 397500 338 2050 9.20 
Tratamiento 0 0 0 0 0 0 0 0.00 
Tratamiento 5 887920 42500 -1697500 290000 180 2190 6.80 
Tratamiento 10 364900 105000 -3077500 630000 -80 950 17.20 
Prod. Chl.: Producción de Chlorophytas. Prod. Eugl: Producción de Euglenophytas. Prod. Cyan.: Producción de Cyanophytas. Prod. Baill: Producción de Bacillariophytas. Prod. Rot.: Producción de Rotiferos. Prod. 
Arthr.: Producción de Arthropodos. Consumo STD: Consumo de Sólidos Totales Disueltos. 
 
 
 
53 
 
ANEXO D.  Ajuste de regresión exponencial y coeficiente de determinación, para los datos de 
producción de plancton y consumo de sólidos totales disueltos 
 
 
Figura 17. Producción de Chlorophytas y consumo de solidos totales disueltos. 
 
Figura 18. Producción de Euglenophytas y consumo de solidos totales disueltos. 
 
 
 
 
y = -35156x2 + 393793x + 1E-09
R² = 1
y = -10516x2 + 202082x + 3E-09
R² = 1
0
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00
P
ro
d
u
cc
ió
n
 d
e 
C
h
lo
ro
p
h
yt
as
(I
n
d
/L
)
Consumo Solidos totales disueltos (mg/L)
Testigo Tratamiento
y = -397.16x2 + 10719x
R² = 1
y = -13.976x2 + 6345x + 2E-10
R² = 1
0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00
P
ro
d
u
cc
ió
n
 d
e 
Eu
gl
en
o
p
h
yt
as
 
(I
n
d
/L
)
Consumo Solidos totales disueltos (mg/L)
Testigo Tratamiento
54 
 
Figura 19. Producción de Cyanophytas y consumo de solidos totales disueltos. 
 
 
Figura 20. Producción de Bacillariophytas y consumo de solidos totales   disueltos. 
 
 
 
 
y = -33962x2 - 12820x + 2E-09
R² = 1
y = 6798.8x2 - 295864x - 9E-09
R² = 1
-3500000
-3000000
-2500000
-2000000
-1500000
-1000000
-500000
0
500000
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00
P
ro
d
u
cc
ió
n
 d
e 
C
ya
n
o
p
h
yt
as
(I
n
d
/L
)
Consumo Solidos totales disueltos (mg/L)
Testigo Tratamiento
y = -887.07x2 + 51368x
R² = 1
y = -578.76x2 + 46583x + 2E-09
R² = 1
0
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
0.00 5.00 10.00 15.00 20.00
P
ro
d
u
cc
ió
n
 d
e 
B
ac
ill
ar
io
p
h
yt
as
(I
n
d
/L
)
Consumo Solidos totales disueltos (mg/L)
Testigo Tratamiento
55 
 
ANEXO E. Normalidad de datos para prueba T- Student. 
Tabla 15. Prueba de normalidad de datos. 
Variable Tratamiento 
Kolmogorov-Smirnova Shapiro-Wilk 
Est. gl Sig. Est. gl Sig. 
Producción  Chlorophyta (Día 5) 
Testigo 0.296 5 0.177 0.809 5 0.096 
Tratamiento 0.244 5 0.2 0.939 5 0.66 
Producción  Chlorophyta (Día 10) 
Testigo 0.399 5 0.009 0.769 5 0.054 
Tratamiento 0.321 5 0.102 0.817 5 0.111 
Producción Euglenophyta  (Día 5) 
Testigo 0.241 5 0.2 0.902 5 0.421 
Tratamiento 0.191 5 0.2 0.958 5 0.794 
Producción Euglenophyta  (Día 10) 
Testigo 0.271 5 0.2 0.885 5 0.332 
Tratamiento 0.218 5 0.2 0.911 5 0.473 
Producción Cyanophyta (Día 5) 
Testigo 0.171 5 0.2 0.961 5 0.818 
Tratamiento 0.348 5 0.05 0.743 5 0.026 
Producción Cyanophyta (Día 10) 
Testigo 0.243 5 0.2 0.94 5 0.665 
Tratamiento 0.251 5 0.2 0.951 5 0.743 
Producción Bacillariophyta (Día 5) 
Testigo 0.251 5 0.2 0.938 5 0.655 
Tratamiento 0.212 5 0.2 0.901 5 0.416 
Producción Bacillariophyta (Día 10) Testigo 292 5 0.189 0.767 5 0.043 
56 
 
Tratamiento 0.349 5 0.05 0.79 5 0.067 
Producción Rotíferos 
(Día 5) 
Testigo 0.309 5 0.134 0.871 5 0.271 
Tratamiento 0.212 5 0.2 0.906 5 0.443 
Producción Rotíferos 
(Día 10) 
Testigo 0.226 5 0.2 0.893 5 0.372 
Tratamiento 0.237 5 0.2 0.961 5 0.814 
Producción Artrópodos (Día 5) 
Testigo 0.19 5 0.2 0.977 5 0.917 
Tratamiento 0.139 5 0.2 0.985 5 0.961 
Producción Artrópodos (Día 10) 
Testigo 0.178 5 0.2 0.979 5 0.927 
Tratamiento 0.25 5 0.2 0.862 5 0.234 
Est.:Estadistico. gl: Grados de libertad. Sig.: Significancia. 
 
 
 
 
57 
 
ANEXO F. Panel fotográfico  
 
Figura 21. Unidades experimentales del testigo. 
 
Figura 22. Unidades experimentales del tratamiento. 
  
58 
 
Figura 23. Evaluaciones fisicoquímicas del agua. 
 
Figura 24. Evaluaciones de las variables meteorológicas. 
 
 
 
 
59 
 
Figura 25. Muestras de plancton tomadas durante los 10 días de evaluación. 
 
 
Figura 26. Preparación de muestra para el conteo de plancton. 
 
 
60 
 
Figura 27. Llenado de la cámara de Sedwick Rafter para conteo de plancton. 
Figura 28. Conteo de fito y zooplancton. 
 
 
  
 
61 
 
Figura 29. Utilización del software para toma de fotos de individuos contados. 
 
 
 
 
 
Figura 30. Phyla Cyanophyta, familia Microcystaceae. 
62 
 
Figura 31. Phyla Chlorophyta, genero Actinastrum. 
 
 
 
Figura 32. Phyla Chlorophyta, genero Ankistradesmus. 
 
63 
 
Figura 33. Phyla Chlorophyta, genero Golenkinia. 
 
 
Figura 34. Phyla Chlorophyta, genero Pediastrum. 
 
64 
 
Figura 35. Phyla Chlorophyta, genero Scenedesmus. 
 
Figura 36. Phyla Chlorophyta, genero Desmodesmus. 
 
 
65 
 
Figura 37. Phyla Chlorophyta, genero Acutodesmus. 
 
 
 
Figura 38. Phyla Bacillariophyta, genero Aloucoseira. 
 
66 
 
 
Figura 39. Phyla Euglenophyta, genero Euglena. 
 
Figura 40. Phyla Euglenophyta, genero Phacus. 
 
 
67 
 
Figura 41. Phyla Rotifera, Genero Brachionus. 
 
 
Figura 42. Phyla Rotifera, genero Keratela. 
68 
 
Figura 43. Phyla Arthropoda, subclase Copepodo. 
Figura 44. Phyla Arthropoda, subclase Cladocera. 
 
69 
 
Figura 45. Vista de cámara de Sedwick Rafter para conteo de fitoplancton.  
 
Figura 46. Vista de cámara de Sedwick Rafter para conteo de zooplancton. 
  
70 
 
ANEXO G. Mapa de ubicación 
71